Transcriptomic basis of neutrophil ratio variation induced by poly I:C stimulation in porcine peripheral blood

Abstract

Neutrophils are vital components of defense mechanisms against invading pathogens and are closely linked with the individual antiviral capacity of pigs and other mammals. Neutrophilia is a well-known clinical characteristic of viral and bacterial infections. Using Affymetrix porcine genome microarrays, we investigated the gene expression profiles associated with neutrophil variation in porcine peripheral blood before and after polyriboinosinic-polyribocytidylic acid stimulation. Transcriptomic analysis showed 796 differentially expressed genes (DEGs) in extreme response (ER) pigs and 192 DEGs in moderate response (MR) pigs. Most DEGs were related to immune responses, included MXD1, CXCR4, CREG1, MyD88, CD14, TLR2, TLR4, IRF3 and IRF7. Gene ontology analysis indicated that the DEGs of both ER and MR pigs were involved in common biological processes, such as cell proliferation, growth regulation, immune response, inflammatory response and cell activation. The ER and MR groups also showed differences in DEGs involved in biological processes. DEGs involved in cell division and cell cycle were specifically found in the ER pigs, whereas DEGs involved in cell migration were specifically found in the MR pigs. The study provides a basic understanding of the molecular basis for the antiviral capacity of pigs and other mammals.

Keywords

neutrophil / peripheral blood / pig / poly I:C / transcriptome

References

[1] Vissche A H, Janss L L G, Niewold T A, de Greef K H. Disease incidence and immunological traits for the selection of healthy pigs. A review. Veterinary Quarterly, 2002, 24(1): 29–34

[2] Borregaard N. Neutrophils, from marrow to microbes. Immunity, 2010, 33(5): 657–670

[3] Mócsai A. Diverse novel functions of neutrophils in immunity, inflammation, and beyond. Journal of Experimental Medicine, 2013, 210(7): 1283–1299

[4] Segal A W. How neutrophils kill microbes.Annual Review of Immunology , 2005, 23(1): 197–223

[5] Christopher M J, Link D C. Regulation of neutrophil homeostasis. Current Opinion in Hematology, 2007, 14(1): 3–8

[6] Cham B, Bonilla M A, Winkelstein J. Neutropenia associated with primary immunodeficiency syndromes.Seminars in Hematology , 2002, 39(2): 107–112

[7] Rezaei N, Moazzami K, Aghamohammadi A, Klein C. Neutropenia and primary immunodeficiency diseases. International Reviews of Immunology, 2009, 28(5): 335–366

[8] Stevens B, Maxson J, Tyner J, Smith C A, Gutman J A, Robinson W, Jordan C T, Lee C K, Swisshelm K, Tobin J, Wei Q, Schowinsky J, Rinella S, Lee H G, Pollyea D A. Clonality of neutrophilia associated with plasma cell neoplasms: report of a SETBP1 mutation and analysis of a single institution series. Leukemia & Lymphoma, 2016, 57(4): 927–934

[9] Su Z, Mao Y P, OuYang P Y, Tang J, Xie F Y. Initial hyperleukocytosis and neutrophilia in nasopharyngeal carcinoma: incidence and prognostic impact. PLoS One, 2015, 10(9): e0136752

[10] Fei M, Bhatia S, Oriss T B, Yarlagadda M, Khare A, Akira S, Saijo S, Iwakura Y, Fallert Junecko B A, Reinhart T A, Foreman O, Ray P, Kolls J, Ray A. TNF-α from inflammatory dendritic cells (DCs) regulates lung IL-17A/IL-5 levels and neutrophilia versus eosinophilia during persistent fungal infection. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2011, 108(13): 5360–5365

[11] Roos A B, Sethi S, Nikota J, Wrona C T, Dorrington M G, Sandén C, Bauer C M, Shen P, Bowdish D, Stevenson C S, Erjefält J S, Stampfli M R. IL-17A and the promotion of neutrophilia in acute exacerbation of chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine, 2015, 192(4): 428–437

[12] Ubags N D, Vernooy J H, Burg E, Hayes C, Bement J, Dilli E, Zabeau L, Abraham E, Poch K R, Nick J A, Dienz O, Zuñiga J, Wargo M J, Mizgerd J P, Tavernier J, Rincón M, Poynter M E, Wouters E F, Suratt B T. The role of leptin in the development of pulmonary neutrophilia in infection and acute lung injury. Critical Care Medicine, 2014, 42(2): e143–e151

[13] Nedeljkovic M, He S, Szer J, Juneja S. Chronic neutrophilia associated with myeloma: is it clonal? Leukemia & Lymphoma, 2014, 55(2): 439–440

[14] Kohmura K, Miyakawa Y, Kameyama K, Kizaki M, Ikeda Y. Granulocyte colony stimulating factor-producing multiple myeloma associated with neutrophilia. Leukemia & Lymphoma, 2004, 45(7): 1475–1479

[15] Fu J J, Baines K J, Wood L G, Gibson P G. Systemic inflammation is associated with differential gene expression and airway neutrophilia in asthma. OMICS: A Journal of Integrative Biology, 2013, 17(4): 187–199

[16] Biggar W D, Bohn D, Kent G. Neutrophil circulation and release from bone marrow during hypothermia. Infection and Immunity, 1983, 40(2): 708–712

[17] Chabot-Roy G, Willson P, Segura M, Lacouture S, Gottschalk M. Phagocytosis and killing of Streptococcus suis by porcine neutrophils.Microbial Pathogenesis , 2006, 41(1): 21–32

[18] Baarsch M J, Foss D L, Murtaugh M P. Pathophysiologic correlates of acute porcine pleuropneumonia. American Journal of Veterinary Research, 2000, 61(6): 684–690

[19] Ichinohe T, Watanabe I, Ito S, Fujii H, Moriyama M, Tamura S, Takahashi H, Sawa H, Chiba J, Kurata T, Sata T, Hasegawa H. Synthetic double-stranded RNA poly(I:C) combined with mucosal vaccine protects against influenza virus infection. Journal of Virology, 2005, 79(5): 2910–2919

[20] Fortier M E, Kent S, Ashdown H, Poole S, Boksa P, Luheshi G N. The viral mimic, polyinosinic:polycytidylic acid, induces fever in rats via an interleukin-1-dependent mechanism. Ajp Regulatory Integrative & Comparative Physiology, 2004, 287(4): R759–R766

[21] Matsumoto M, Seya T. TLR3: interferon induction by double-stranded RNA including poly(I:C). Advanced Drug Delivery Reviews, 2008, 60(7): 805–812

[22] Wang H, Hou Y, Guo J, Chen H, Liu X, Wu Z, Zhao S, Zhu M. Transcriptomic landscape for lymphocyte count variation in poly I:C-induced porcine peripheral blood. Animal Genetics, 2016, 47(1): 49–61

[23] Cunningham C, Campion S, Teeling J, Felton L, Perry V H. The sickness behaviour and CNS inflammatory mediator profile induced by systemic challenge of mice with synthetic double-stranded RNA (poly I:C). Brain, Behavior, and Immunity, 2007, 21(4): 490–502

[24] Farina G A, York M R, Di Marzio M, Collins C A, Meller S, Homey B, Rifkin I R, Marshak-Rothstein A, Radstake T R, Lafyatis R. Poly(I:C) drives type I IFN- and TGFb-mediated inflammation and dermal fibrosis simulating altered gene expression in systemic sclerosis. Journal of Investigative Dermatology, 2010, 130(11): 2583–2593

[25] Kimura G, Ueda K, Eto S, Watanabe Y, Masuko T, Kusama T, Barnes P J, Ito K, Kizawa Y. Toll-like receptor 3 stimulation causes corticosteroid-refractory airway neutrophilia and hyperresponsiveness in mice. Chest, 2013, 144(1): 99–105

[26] He J, Lang G, Ding S, Li L. Pathological role of interleukin-17 in poly I:C-induced hepatitis. PLoS One, 2013, 8(9): e73909

[27] Jovanović B, Goetz F W, Goetz G W, Palić D. Immunological stimuli change expression of genes and neutrophil function in fathead minnow Pimephales promelas Rafinesque. Journal of Fish Biology, 2011, 78(4): 1054–1072

[28] Brazma A, Hingamp P, Quackenbush J, Sherlock G, Spellman P, Stoeckert C, Aach J, Ansorge W, Ball C A, Causton H C, Gaasterland T, Glenisson P, Holstege F C, Kim I F, Markowitz V, Matese J C, Parkinson H, Robinson A, Sarkans U, Schulze-Kremer S, Stewart J, Taylor R, Vilo J, Vingron M. Minimum information about a microarray experiment (MIAME)-toward standards for microarray data. Nature Genetics, 2001, 29(4): 365–371

[29] Gautier L, Cope L, Bolstad B M, Irizarry R A. affy--analysis of Affymetrix GeneChip data at the probe level. Bioinformatics, 2004, 20(3): 307–315

[30] Smyth G K. Linear models and empirical bayes methods for assessing differential expression in microarray experiments. Statistical Applications in Genetics & Molecular Biology, 2004, 3: Article3

[31] Huang W, Sherman B T, Lempicki R A. Bioinformatics enrichment tools: paths toward the comprehensive functional analysis of large gene lists. Nucleic Acids Research, 2009, 37(1): 1–13

[32] Oliveros J C. VENNY. An interactive tool for comparing lists with Venn Diagrams. http://bioinfogp.cnb.csic.es/tools/venny/index.html, 2016-2

[33] Livak K J, Schmittgen T D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2−ΔΔCT Method. Methods, 2001, 25(4): 402–408

[34] Poortinga G, Hannan K M, Snelling H, Walkley C R, Jenkins A, Sharkey K, Wall M, Brandenburger Y, Palatsides M, Pearson R B, McArthur G A, Hannan R D. MAD1 and c-MYC regulate UBF and rDNA transcription during granulocyte differentiation. EMBO Journal, 2004, 23(16): 3325–3335

[35] Rottmann S, Menkel A R, Bouchard C, Mertsching J, Loidl P, Kremmer E, Eilers M, Lüscher-Firzlaff J, Lilischkis R, Lüscher B. Mad1 function in cell proliferation and transcriptional repression is antagonized by cyclin E/CDK2. Journal of Biological Chemistry, 2005, 280(16): 15489–15492

[36] Zhou Z, Wang N, Woodson S E, Dong Q, Wang J, Liang Y, Rijnbrand R, Wei L, Nichols J E, Guo J T, Holbrook M R, Lemon S M, Li K. Antiviral activities of ISG20 in positive-strand RNA virus infections. Virology, 2011, 409(2): 175–188

[37] Lace M J, Anson J R, Haugen T H, Turek L P. Interferon regulatory factor (IRF)-2 activates the HPV-16 E6-E7 promoter in keratinocytes. Virology, 2010, 399(2): 270–279

[38] Cui L, Deng Y, Rong Y, Lou W, Mao Z, Feng Y, Xie D, Jin D. IRF-2 is over-expressed in pancreatic cancer and promotes the growth of pancreatic cancer cells. Tumour Biology, 2012, 33(1): 247–255

[39] Strezoska Z, Pestov D G, Lau L F. Functional inactivation of the mouse nucleolar protein Bop1 inhibits multiple steps in pre-rRNA processing and blocks cell cycle progression. Journal of Biological Chemistry, 2002, 277(33): 29617–29625

[40] Pestov D G, Strezoska Z, Lau L F. Evidence of p53-dependent cross-talk between ribosome biogenesis and the cell cycle: effects of nucleolar protein Bop1 on G(1)/S transition. Molecular and Cellular Biology, 2001, 21(13): 4246–4255

[41] Ma Q, Jones D, Springer T A. The chemokine receptor CXCR4 is required for the retention of B lineage and granulocytic precursors within the bone marrow microenvironment. Immunity, 1999, 10(4): 463–471

[42] Strydom N, Rankin S M. Regulation of circulating neutrophil numbers under homeostasis and in disease. Journal of Innate Immunity, 2013, 5(4): 304–314

[43] Eash K J, Means J M, White D W, Link D C. CXCR4 is a key regulator of neutrophil release from the bone marrow under basal and stress granulopoiesis conditions. Blood, 2009, 113(19): 4711–4719

[44] Chen D, Zhang T L, Wang L M. The association of CSF-1 gene polymorphism with chronic periodontitis in the Han Chinese population. Journal of Periodontology, 2014, 85(8): e304–e312

[45] Yan C, Fang P, Zhang H, Tao J, Tian X, Li Y, Zhang J, Sun M, Li S, Wang H, Han Y. CREG1 promotes angiogenesis and neovascularization. Frontiers in Bioscience, 2014, 19(7): 1151–1161

[46] Martin C, Burdon P C, Bridger G, Gutierrez-Ramos J C, Williams T J, Rankin S M. Chemokines acting via CXCR2 and CXCR4 control the release of neutrophils from the bone marrow and their return following senescence. Immunity, 2003, 19(4): 583–593

[47] Burdon P C, Martin C, Rankin S M. The CXC chemokine MIP-2 stimulates neutrophil mobilization from the rat bone marrow in a CD49d-dependent manner. Blood, 2005, 105(6): 2543–2548

[48] Płóciennikowska A, Hromada-Judycka A, Borzęcka K, Kwiatkowska K. Co-operation of TLR4 and raft proteins in LPS-induced pro-inflammatory signaling. Cellular and Molecular Life Sciences, 2015, 72(3): 557–581

[49] Akira S, Takeda K, Kaisho T. Toll-like receptors: critical proteins linking innate and acquired immunity. Nature Immunology, 2001, 2(8): 675–680

[50] Huang Q Q, Pope R M. The role of toll-like receptors in rheumatoid arthritis. Current Rheumatology Reports, 2009, 11(5): 357–364

[51] Ioannou S, Voulgarelis M. Toll-like receptors, tissue injury, and tumourigenesis. Mediators of Inflammation, 2010, 2010(9629351): 60–68

[52] Loiarro M, Volpe E, Ruggiero V, Gallo G, Furlan R, Maiorino C, Battistini L, Sette C. Mutational analysis identifies residues crucial for homodimerization of myeloid differentiation factor 88 (MyD88) and for its function in immune cells. Journal of Biological Chemistry, 2013, 288(42): 30210–30222

[53] Clark S R, Ma A C, Tavener S A, McDonald B, Goodarzi Z, Kelly M M, Patel K D, Chakrabarti S, McAvoy E, Sinclair G D, Keys E M, Allen-Vercoe E, Devinney R, Doig C J, Green F H, Kubes P. Platelet TLR4 activates neutrophil extracellular traps to ensnare bacteria in septic blood. Nature Medicine, 2007, 13(4): 463–469

[54] McAvoy E F, McDonald B, Parsons S A, Wong C H, Landmann R, Kubes P. The role of CD14 in neutrophil recruitment within the liver microcirculation during endotoxemia. Journal of Immunology, 2011, 186(4): 2592–2601

[55] Haziot A, Tsuberi B Z, Goyert S M. Neutrophil CD14: biochemical properties and role in the secretion of tumor necrosis factor-alpha in response to lipopolysaccharide. Journal of Immunology, 1993, 150(12): 5556–5565

[56] Serwacka A, Protaziuk T, Zagozda M, Popow A M, Kierzkiewicz M, Manitius J, Myśliwiec M, Daniewska D, Gołebiewski S, Rydzewska-Rosołowska A, Flisiński M, Stępień K, Rydzewska G, Olszewski W L, Rydzewski A. Lack of effect of the CD14 promoter gene C-159T polymorphism on nutritional status parameters in hemodialysis patients. Medical Science Monitor, 2011, 17(2): CR117–CR121

[57] Janova H, Böttcher C, Holtman I R, Regen T, van Rossum D, Götz A, Ernst A S, Fritsche C, Gertig U, Saiepour N, Gronke K, Wrzos C, Ribes S, Rolfes S, Weinstein J, Ehrenreich H, Pukrop T, Kopatz J, Stadelmann C, Salinas-Riester G, Weber M S, Prinz M, Brück W, Eggen B J, Boddeke H W, Priller J, Hanisch U K. CD14 is a key organizer of microglial responses to CNS infection and injury. Glia, 2016, 64(4): 635–649

[58] Neufeld T P, de la Cruz A F, Johnston L A, Edgar B A. Coordination of growth and cell division in the Drosophila wing. Cell, 1998, 93(7): 1183–1193

[59] Blagosklonny M V, Pardee A B. The restriction point of the cell cycle. Cell Cycle, 2002, 1(2): 102–109

[60] Raftopoulou M, Hall A. Cell migration: Rho GTPases lead the way. Developmental Biology, 2004, 265(1): 23–32

[61] Luster A D, Alon R, von Andrian U H. Immune cell migration in inflammation: present and future therapeutic targets. Nature Immunology, 2005, 6(12): 1182–1190

[62] Lauffenburger D A, Horwitz A F. Cell migration: a physically integrated molecular process. Cell, 1996, 84(3): 359–369

[63] Nordenfelt P, Tapper H. Phagosome dynamics during phagocytosis by neutrophils. Journal of Leukocyte Biology, 2011, 90(2): 271–284

[64] Kawasaki T, Kawai T. Toll-like receptor signaling pathways. Frontiers in Immunology, 2014, 5(461): 461

[65] Akira S. Toll-like receptor signaling. Journal of Biological Chemistry, 2003, 278(40): 38105–38108

[66] Hiscott J. Triggering the innate antiviral response through IRF-3 activation. Journal of Biological Chemistry, 2007, 282(21): 15325–15329

[67] Sato M, Suemori H, Hata N, Asagiri M, Ogasawara K, Nakao K, Nakaya T, Katsuki M, Noguchi S, Tanaka N, Taniguchi T. Distinct and essential roles of transcription factors IRF-3 and IRF-7 in response to viruses for IFN-alpha/beta gene induction. Immunity, 2000, 13(4): 539–548

[68] Kurt-Jones E A, Popova L, Kwinn L, Haynes L M, Jones L P, Tripp R A, Walsh E E, Freeman M W, Golenbock D T, Anderson L J, Finberg R W. Pattern recognition receptors TLR4 and CD14 mediate response to respiratory syncytial virus. Nature Immunology, 2000, 1(5): 398–401

[69] Zhou J, Zhang X, Liu S, Wang Z, Chen Q, Wu Y, He Z, Huang Z. Genetic association of TLR4 Asp299Gly, TLR4 Thr399Ile, and CD14 C-159T polymorphisms with the risk of severe RSV infection: a meta-analysis. Influenza and Other Respiratory Viruses, 2016, 10(3): 224–233

[70] Li Q, Shirabe K, Kuwada J Y. Chemokine signaling regulates sensory cell migration in zebrafish. Developmental Biology, 2004, 269(1): 123–136

[71] Scapini P, Lapinet-Vera J A, Gasperini S, Calzetti F, Bazzoni F, Cassatella M A. The neutrophil as a cellular source of chemokines. Immunological Reviews, 2000, 177(1): 195–203

[72] Tecchio C, Cassatella M A. Neutrophil-derived chemokines on the road to immunity. Seminars in Immunology, 2016, 28(2): 119–128

[73] Németh T, Mócsai A, Lowell C A. Neutrophils in animal models of autoimmune disease. Seminars in Immunology, 2016, 28(2): 174–186

Supplementary materials

The online version of this article at http://dx.doi.org/10.15302/J-FASE-2017162 contains supplementary materials (Tables S1–S4).

Acknowledgements

This work was supported by the National Natural Science Foundation of China (31501922 and 31372302), the NSFC-CGIAR Cooperation project (31361140365), the National High-tech R&D Program of China (2013AA102502), and the Key Technology R&D Program for Nonprofit Sector (Agriculture) of Hubei Province, China (2012DBA25001).

Compliance with ethics guidelines

Haiyan Wang, Qiaoxia Zhang, Lilin Yin, Xiangdong Liu, Shuhong Zhao, Mengjin Zhu, and Changchun Li declare that they have no conflicts of interest or financial conflicts to disclose.

All applicable institutional and national guidelines for the care and use of animals were followed.

RIGHTS & PERMISSIONS

The Author(s) 2017. Published by Higher Education Press. This is an open access article under the CC BY license (http://creativecommons.org/licenses/by/4.0)