Progress in NMR-based metabolomics of Catharanthus roseus

Abstract

Metabolomics has been rapidly developed as an important field in plant sciences and natural products chemistry. As the only natural source for a diversity of monoterpenoid indole alkaloids (MIAs), especially the low-abundance antitumor agents vinblastine and vincristine, Catharanthus roseus is highly valued and has been studied extensively as a model for medicinal plants improvement. Due to multistep enzymatic biosynthesis and complex regulation, genetic modification in the MIA pathway has resulted in complicated changes of both secondary and primary metabolism in C. roseus, affecting not only the MIA pathway but also other pathways. Research at the metabolic level is necessary to increase knowledge on the genetic regulation of the whole metabolic network connected to MIA biosynthesis. Nuclear magnetic resonance (NMR) is a very suitable and powerful complementary technique for the identification and quantification of metabolites in the plant matrix. NMR-based metabolomics has been used in studies of C. roseus for pathway elucidation, understanding stress responses, classification among different cultivars, safety and quality controls of transgenic plants, cross talk between pathways, and diversion of carbon fluxes, with the aim of fully unravelling MIA biosynthesis, its regulation and the function of the alkaloids in the plant from a systems biology point of view.

Keywords

Catharanthus roseus / monoterpenoid indole alkaloids / NMR / metabolomics

References

[1] Sumner L W, Mendes P, Dixon R A. Plant metabolomics: large-scale phytochemistry in the functional genomics era. Phytochemistry, 2003, 62(6): 817–836

[2] Schauer N, Fernie A R. Plant metabolomics: towards biological function and mechanism. Trends in Plant Science, 2006, 11(10): 508–516

[3] Miettinen K, Dong L, Navrot N, Schneider T, Burlat V, Pollier J, Woittiez L, van der Krol S, Lugan R, Ilc T, Verpoorte R, Oksman-Caldentey K M, Martinoia E, Bouwmeester H, Goossens A, Memelink J, Werck-Reichhart D. The seco-iridoid pathway from Catharanthus roseus. Nature Communications, 2014, 5: 3606

[4] De Luca V, Salim V, Thamm A, Masada S A, Yu F. Making iridoids/secoiridoids and monoterpenoid indole alkaloids: progress on pathway elucidation. Current Opinion in Plant Biology, 2014, 19: 35–42

[5] Kim H K, Choi Y H, Verpoorte R. NMR-based metabolomic analysis of plants. Nature Protocols, 2010, 5(3): 536–549

[6] Brun G, Dijoux M G, David B, Mariotte A M. A new flavonol glycoside from Catharanthus roseus. Phytochemistry, 1999, 50(1): 167–169

[7] Choi Y H, Tapias E C, Kim H K, Lefeber A W M, Erkelens C, Verhoeven J T J, Brzin J, Zel J, Verpoorte R. Metabolic discrimination of Catharanthus roseus leaves infected by phytoplasma using ¹H-NMR spectroscopy and multivariate data analysis. Plant Physiology, 2004, 135(4): 2398–2410

[8] Sriram G, Fulton D B, Shanks J V. Flux quantification in central carbon metabolism of Catharanthus roseus hairy roots by ¹³C labeling and comprehensive bondomer balancing. Phytochemistry, 2007, 68(16−18): 2243–2257

[9] Toki K, Saito N, Irie Y, Tatsuzawa F, Shigihara A, Honda T. 7-O-Methylated anthocyanidin glycosides from Catharanthus roseus. Phytochemistry, 2008, 69(5): 1215–1219

[10] Chung I M, Ahmad A, Ali M, Lee O K, Kim M Y, Kim J H, Yoon D Y, Peebles C A M, San K Y. Flavonoid glucosides from the hairy roots of Catharanthus roseus. Journal of Natural Products, 2009, 72(4): 613–620

[11] Yang S O, Kim S H, Kim Y, Kim H S, Chun Y J, Choi H K. Metabolic discrimination of Catharanthus roseus calli according to their relative locations using ¹H-NMR and principal component analysis. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2009, 73(9): 2032–2036

[12] Mustafa N R, Kim H K, Choi Y H, Verpoorte R. Metabolic changes of salicylic acid-elicited Catharanthus roseus cell suspension cultures monitored by NMR-based metabolomics. Biotechnology Letters, 2009, 31(12): 1967–1974

[13] Mustafa N R, Kim H K, Choi Y H, Erkelens C, Lefeber A W M, Spijksma G, van der Heijden R, Verpoorte R. Biosynthesis of salicylic acid in fungus elicited Catharanthus roseus cells. Phytochemistry, 2009, 70(4): 532–539

[14] Pan Q, Dai Y, Nuringtyas T R, Mustafa N R, Schulte A E, Verpoorte R, Choi Y H. Investigation of the chemomarkers correlated with flower colour in different organs of Catharanthus roseus using NMR-based metabolomics. Phytochemical Analysis, 2014, 25(1): 66–74

[15] Pan Q, Wang Q, Yuan F, Xing S, Zhao J, Choi Y H, Verpoorte R, Tian Y, Wang G, Tang K. Overexpression of ORCA3 and G10H in Catharanthus roseus plants regulated alkaloid biosynthesis and metabolism revealed by NMR-metabolomics. PLoS ONE, 2012, 7(8): e43038

[16] Pan Q, Mustafa N R, Tang K, Choi Y H, Verpoorte R. Monoterpenoid indole alkaloids biosynthesis and its regulation in Catharanthus roseus: a literature review from genes to metabolites. Phytochemistry Reviews, 2015, DOI: 10.1007/s11101–015–9406–4 (first published online) 

[17] Mahrous E A, Farag M A. Two dimensional NMR spectroscopic approaches for exploring plant metabolome: a review. Journal of Advanced Research, 2015, 6(1): 3–15

[18] van der Kooy F, Maltese F, Choi Y H, Kim H K, Verpoorte R. Quality control of herbal material and phytopharmaceuticals with MS and NMR based metabolic fingerprinting. Planta Medica, 2009, 75(7): 763–775

[19] Murata J, Luca V D. Localization of tabersonine 16-hydroxylase and 16-OH tabersonine-16-O-methyltransferase to leaf epidermal cells defines them as a major site of precursor biosynthesis in the vindoline pathway in Catharanthus roseus. Plant Journal, 2005, 44(4): 581–594

[20] Murata J, Roepke J, Gordon H, De Luca V. The leaf epidermome of Catharanthus roseus reveals its biochemical specialization. Plant Cell, 2008, 20(3): 524–542

[21] Ratcliffe R G, Shachar-Hill Y. Revealing metabolic phenotypes in plants: inputs from NMR analysis. Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society, 2005, 80(1): 27–43

[22] Stephanopoulos G, Stafford D E. Metabolic engineering: a new frontier of chemical reaction engineering. Chemical Engineering Science, 2002, 57(14): 2595–2602

[23] Ratcliffe R G, Shachar-Hill Y. Measuring multiple fluxes through plant metabolic networks. The Plant Journal, 2006, 45(4): 490–511

[24] Kim S W, Ban S H, Jeong S C, Chung H J, Ko S M, Yoo O J, Liu J R. Genetic discrimination between Catharanthus roseus cultivars by metabolic fingerprinting using1H NMR spectra of aromatic compounds. Biotechnology and Bioprocess Engineering, 2007, 12(6): 646–652

[25] Hoekenga O A. Using metabolomics to estimate unintended effects in transgenic crop plants: problems, promises, and opportunities. Journal of Biomolecular Techniques, 2008, 19(3): 159–166

[26] Contin A, van der Heijden R, Lefeber A W M, Verpoorte R. The iridoid glucoside secologanin is derived from the novel triose phosphate/pyruvate pathway in a Catharanthus roseus cell culture. FEBS Letters, 1998, 434(3): 413–416

[27] Muljono R A B, Scheffer J J C, Verpoorte R. Isochorismate is an intermediate in 2, 3-dihydroxybenzoic acid biosynthesis in Catharanthus roseus cell cultures. Plant Physiology and Biochemistry, 2002, 40(3): 231–234

[28] Schuhr C A, Radykewicz T, Sagner S, Latzel C, Zenk M H, Arigoni D, Bacher A, Rohdich F, Eisenreich W. Quantitative assessment of crosstalk between the two isoprenoid biosynthesis pathways in plants by NMR spectroscopy. Phytochemistry Reviews, 2003, 2(1−2): 3–16

[29] Sriram G, González-Rivera O, Shanks J V. Determination of biomass composition of Catharanthus roseus hairy roots for metabolic flux analysis. Biotechnology Progress, 2006, 22(6): 1659–1663

[30] Fukushima A, Kusano M, Redestig H, Arita M, Saito K. Integrated omics approaches in plant systems biology. Current Opinion in Chemical Biology, 2009, 13(5−6): 532–538

[31] Urbanczyk-Wochniak E, Luedemann A, Kopka J, Selbig J, Roessner-Tunali U, Willmitzer L, Fernie A R. Parallel analysis of transcript and metabolic profiles: a new approach in systems biology. EMBO Reports, 2003, 4(10): 989–993

[32] Okazaki Y, Shimojima M, Sawada Y, Toyooka K, Narisawa T, Mochida K, Tanaka H, Matsuda F, Hirai A, Hirai M Y, Ohta H, Saito K. A chloroplastic UDP-glucose pyrophosphorylase from Arabidopsis is the committed enzyme for the first step of sulfolipid biosynthesis. Plant Cell, 2009, 21(3): 892–909

[33] Lackman P, González-Guzmán M, Tilleman S, Carqueijeiro I, Pérez A C, Moses T, Seo M, Kanno Y, Häkkinen S T, Van Montagu M C, Thevelein J M, Maaheimo H, Oksman-Caldentey K M, Rodriguez P L, Rischer H, Goossens A. Jasmonate signaling involves the abscisic acid receptor PYL4 to regulate metabolic reprogramming in Arabidopsis and tobacco. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2011, 108(14): 5891–5896

[34] Rischer H, Orešič M, Seppänen-Laakso T, Katajamaa M, Lammertyn F, Ardiles-Diaz W, Van Montagu M C, Inzé D, Oksman-Caldentey K M, Goossens A. Gene-to-metabolite networks for terpenoid indole alkaloid biosynthesis in Catharanthus roseus cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2006, 103(14): 5614–5619

Acknowledgement

This work was funded by National High-tech R&D Program of China (2011AA100605), Shanghai Key Discipline Cultivation and Construction Project (Horticulture), and Shanghai Jiao Tong University Agri-Engineering Program.

Compliance with ethics guidelines

Qifang Pan, Jingya Zhao, Yuliang Wang, and Kexuan Tang declare that they have no conflict of interest or financial conflicts to disclose.

This article does not contain any studies with human or animal subjects performed by any of the authors.

RIGHTS & PERMISSIONS

Higher Education Press and Springer-Verlag Berlin Heidelberg