Gene delivery into isolated Arabidopsis thaliana protoplasts and intact leaves using cationic, α-helical polypeptide

Abstract

The application of gene delivery materials has been mainly focused on mammalian cells while rarely extended to plant engineering. Cationic polymers and lipids have been widely utilized to efficiently deliver DNA and siRNA into mammalian cells. However, their application in plant cells is limited due to the different membrane structures and the presence of plant cell walls. In this study, we developed the cationic, α-helical polypeptide that can effectively deliver DNA into both isolated Arabidopsis thaliana protoplasts and intact leaves. The PPABLG was able to condense DNA to form nanocomplexes, and they exhibited significantly improved transfection efficiencies compared with commercial transfection reagent Lipofectamine 2000 and classical cell penetrating peptides such as poly(L-lysine), HIV-TAT, arginine9, and poly(L-arginine). This study therefore widens the utilities of helical polypeptide as a unique category of gene delivery materials, and may find their promising applications toward plant gene delivery.

Graphical abstract

Keywords

α-helical polypeptide / plant gene delivery / protoplast / intact leaves / transfection

References

[1] Borchert R, Renner  S S, Calle  Z, Navarrete D ,  Tye A, Gautier  L, Spichiger R ,  von Hildebrand P . Photoperiodic induction of synchronous flowering near the Equator. Nature, 2005, 433(7026): 627–629

[2] Dubreuil G, Magliano  M, Dubrana M P ,  Lozano J ,  Lecomte P ,  Favery B ,  Abad P, Rosso  M N. Tobacco rattle virus mediates gene silencing in a plant parasitic root-knot nematode. Journal of Experimental Botany, 2009, 60(14): 4041–4050

[3] Pasupathy K, Lin  S, Hu Q ,  Luo H, Ke  P C. Direct plant gene delivery with a poly(amidoamine) dendrimer. Biotechnology Journal, 2008, 3(8): 1078–1082

[4] Hussain M M, Melcher  U, Essenberg R C . Infection of evacuolated turnip protoplasts with liposome-packaged cauliflower mosaic-virus. Plant Cell Reports, 1985, 4(2): 58–62

[5] Li Y, Cui  H, Song Y ,  Li Y, Huang  J. Transient expression of exogenous gene into plant cell mediated by PEI nanovector. Agricultural Sciences in China, 2011, 10(6): 820–826

[6] Boynton J E, Gillham  N W, Harris  E H, Hosler  J P, Johnson  A M, Jones  A R, Randolphanderson  B L, Robertson  D, Klein T M ,  Shark K B ,  Sanford J C . Chloroplast transformation in chlamydomonas with high-velocity microprojectiles. Science, 1988, 240(4858): 1534–1538

[7] Carqueijeiro I, Masini  E, Foureau E ,  Sepulveda L J ,  Marais E ,  Lanoue A ,  Besseau S ,  Papon N ,  Clastre M ,  de Bernonville T D ,  Glevarec G ,  Atehortua L ,  Oudin A ,  Courdavault V . Virus-induced gene silencing in Catharanthus roseus by biolistic inoculation of tobacco rattle virus vectors. Plant Biology, 2015, 17(6): 1242–1246

[8] Koop H U, Steinmuller  K, Wagner H ,  Rossler C ,  Eibl C, Sacher  L. Integration of foreign sequences into the tobacco plastome via polyethylene glycol-mediated protoplast transformation. Planta, 1996, 199(2): 193–201

[9] Wang F, Liu  J, Tong C ,  Wang Q, Tang  D, Yi L ,  Wang L L ,  Liu X M . Magnetic nanoparticle as rice transgene vector mediated by electroporation. Chinese Journal of Analytical Chemistry, 2010, 38(5): 617–621

[10] Miranda A, Janssen  G, Hodges L ,  Peralta E G ,  Ream W. Agrobacterium-tumefaciens transfers extremely long T-DNAs by a unidirectional mechanism. Journal of Bacteriology, 1992, 174(7): 2288–2297

[11] Rakoczy-Trojanowska M . Alternative methods of plant transformation. Cellular & Molecular Biology Letters, 2002, 7(3): 849–858

[12] Nair R, Varghese  S H, Nair  B G, Maekawa  T, Yoshida Y ,  Kumar D S . Nanoparticulate material delivery to plants. Plant Science, 2010, 179(3): 154–163

[13] Chugh A, Eudes  F. Study of uptake of cell penetrating peptides and their cargoes in permeabilized wheat immature embryos. FEBS Journal, 2008, 275(10): 2403–2414

[14] Chen C, Chou  J, Liu B ,  Chang M ,  Lee H. Transfection and expression of plasmid DNA in plant cells by an arginine-rich intracellular delivery peptide without protoplast preparation. FEBS Letters, 2007, 581(9): 1891–1897

[15] Lakshmanan M, Kodama  Y, Yoshizumi T ,  Sudesh K ,  Numata K . Rapid and efficient gene delivery into plant cells using designed peptide carriers. Biomacromolecules, 2013, 14(1): 10–16

[16] Hariton-Gazal E, Rosenbluh  J, Graessmann A ,  Gilon C ,  Loyter A . Direct translocation of histone molecules across cell membranes. Journal of Cell Science, 2003, 116(22): 4577–4586

[17] Rosenbluh J, Singh  S K, Gafni  Y, Graessmann A ,  Loyter A . Non-endocytic penetration of core histones into petunia protoplasts and cultured cells: A novel mechanism for the introduction of macromolecules into plant cells. Biochimica et Biophysica Acta-Biomembranes, 2004, 1664(2): 230–240

[18] Wei Y, Niu  J, Huan L ,  Huang A ,  He L, Wang  G. Cell penetrating peptide can transport dsRNA into microalgae with thin cell walls. Algal Research-Biomass Biofuels and Bioproducts, 2015, 8: 135–139

[19] Hyman J M, Geihe  E I, Trantow  B M, Parvin  B, Wender P A . A molecular method for the delivery of small molecules and proteins across the cell wall of algae using molecular transporters. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2012, 109(33): 13225–13230

[20] Fonseca S B, Pereira  M P, Kelley  S O. Recent advances in the use of cell-penetrating peptides for medical and biological applications. Advanced Drug Delivery Reviews, 2009, 61(11): 953–964

[21] Elsner M B, Herold  H M, Muller-Herrmann  S, Bargel H ,  Scheibel T . Enhanced cellular uptake of engineered spider silk particles. Biomaterials Science, 2015, 3(3): 543–551

[22] Saw P E, Ko  Y T, Jon  S. Efficient liposomal nanocarrier-mediated oligodeoxynucleotide delivery involving dual use of a cell-penetrating peptide as a packaging and intracellular delivery agent. Macromolecular Rapid Communications, 2010, 31(13): 1155–1162

[23] Patra S, Roy  E, Madhuri R ,  Sharma P K . The next generation cell-penetrating peptide and carbon dot conjugated nano-liposome for transdermal delivery of curcumin. Biomaterials Science, 2016, 4(3): 418–429

[24] Chen S, Rong  L, Jia H Z ,  Qin S Y ,  Zeng X, Zhuo  R X, Zhang  X Z. Co-delivery of proapoptotic peptide and p53 DNA by reduction-sensitive polypeptides for cancer therapy. Biomaterials Science, 2015, 3(5): 753–763

[25] Gabrielson N P ,  Lu H, Yin  L, Li D ,  Wang F, Cheng  J. Reactive and bioactive cationic α-helical polypeptide template for nonviral gene delivery. Angewandte Chemie International Edition, 2012, 51(5): 1143–1147

[26] Lu H, Wang  J, Bai Y ,  Lang J W ,  Liu S, Lin  Y, Cheng J . Ionic polypeptides with unusual helical stability. Nature Communications, 2011, 2: 206

[27] Zheng N, Song  Z, Liu Y ,  Zhang R ,  Zhang R ,  Yao C, Uckun  F M, Yin  L, Cheng J . Redox-responsive, reversibly-crosslinked thiolated cationic helical polypeptides for efficient siRNA encapsulation and delivery. Journal of Controlled Release, 2015, 205: 231–239

[28] Zheng N, Yin  L, Song Z ,  Ma L, Tang  H, Gabrielson N P ,  Lu H, Cheng  J. Maximizing gene delivery efficiencies of cationic helical polypeptides via balanced membrane penetration and cellular targeting. Biomaterials, 2014, 35(4): 1302–1314

[29] Yin L, Tang  H, Kim K H ,  Zheng N ,  Song Z, Gabrielson  N P, Lu  H, Cheng J . Light-responsive helical polypeptides capable of reducing toxicity and unpacking DNA: Toward nonviral gene delivery. Angewandte Chemie International Edition, 2013, 52(35): 9182–9186

[30] Yin L, Song  Z, Kim K H ,  Zheng N ,  Gabrielson N P ,  Cheng J . Non-viral gene delivery via membrane-penetrating, mannose-targeting supramolecular self-assembled nanocomplexes. Advanced Materials, 2013, 25(22): 3063–3070

[31] Rondeau-Mouro C, Defer  D, Leboeuf E ,  Lahaye M . Assessment of cell wall porosity in Arabidopsis thaliana by NMR spectroscopy. International Journal of Biological Macromolecules, 2008, 42(2): 83–92

[32] Gunl M, Pauly  M. AXY3 encodes a alpha-xylosidase that impacts the structure and accessibility of the hemicellulose xyloglucan in Arabidopsis plant cell walls. Planta, 2011, 233(4): 707–719

[33] Lu S, Hu  J, Liu B ,  Lee C, Li  J, Chou J ,  Lee H J . Arginine-rich intracellular delivery peptides synchronously deliver covalently and noncovalently linked proteins into plant cells. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2010, 58(4): 2288–2294

[34] Eudes F, Chugh  A. Cell-penetrating peptides: From mammalian to plant cells. Plant Signaling & Behavior, 2008, 3(8): 549–550

[35] Battey N H, James  N C, Greenland  A J, Brownlee  C. Exocytosis and endocytosis. Plant Cell, 1999, 11(4): 643–660

[36] Chiu W L, Niwa  Y, Zeng W ,  Hirano T ,  Kobayashi H ,  Sheen J . Engineered GFP as a vital reporter in plants. Current Biology, 1996, 6(3): 325–330

[37] Pedelacq J D, Cabantous  S, Tran T ,  Terwilliger T C ,  Waldo G S . Engineering and characterization of a superfolder green fluorescent protein. Nature Biotechnology, 2006, 24(1): 79–88

[38] Liu S, Yang  J X, Ren  H Q, O’Keeffe-Ahern  J, Zhou D Z ,  Zhou H, Chen  J T, Guo  T Y. Multifunctional oligomer incorporation: a potent strategy to enhance the transfection activity of poly(L-lysine). Biomaterials Science, 2016, 4(3): 522–532

[39] Mintzer M A, Simanek  E E. Nonviral vectors for gene delivery. Chemical Reviews, 2009, 109(2): 259–302

[40] Navarro E, Baun  A, Behra R ,  Hartmann N B ,  Filser J ,  Miao A J ,  Quigg A ,  Santschi P H ,  Sigg L. Environmental behavior and ecotoxicity of engineered nanoparticles to algae, plants, and fungi. Ecotoxicology (London, England), 2008, 17(5): 372–386

[41] Fleischer A, O’Neill  M A, Ehwald  R. The pore size of non-graminaceous plant cell walls is rapidly decreased by borate ester cross-linking of the pectic polysaccharide rhamnogalacturonan II. Plant Physiology, 1999, 121(3): 829–838

[42] Tang H, Yin  L, Kim K H ,  Cheng J . Helical poly(arginine) mimics with superior cell-penetrating and molecular transporting properties. Chemical Science (Cambridge), 2013, 4(10): 3839–3844

RIGHTS & PERMISSIONS

Higher Education Press and Springer-Verlag GmbH Germany