Cyanobacterial photo-driven mixotrophic metabolism and its advantages for biosynthesis

Abstract

Cyanobacterium offers a promising chassis for phototrophic production of renewable chemicals. Although engineered cyanobacteria can achieve similar product carbon yields as heterotrophic microbial hosts, their production rate and titer under photoautotrophic conditions are 10 to 100 folds lower than those in fast growing E. coli. Cyanobacterial factories face three indomitable bottlenecks. First, photosynthesis has limited ATP and NADPH generation rates. Second, CO₂ fixation by ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase/oxygenase (RuBisCO) has poor efficiency. Third, CO₂ mass transfer and light supply are deficient within large photobioreactors. On the other hand, cyanobacteria may employ organic substrates to promote phototrophic cell growth, N₂ fixation, and metabolite synthesis. The photo-fermentations show enhanced photosynthesis, while CO₂ loss from organic substrate degradation can be reused by the Calvin cycle. In addition, the plasticity of cyanobacterial pathways (e.g., oxidative pentose phosphate pathway and the TCA cycle) has been recently revealed to facilitate the catabolism. The use of cyanobacteria as “green E. coli” could be a promising route to develop robust photo-biorefineries.

Graphical abstract

Keywords

CO₂ mass transfer / N₂ fixation / photosystem / RuBisCO / the TCA cycle

References

[1] Tomitani A, Knoll A H, Cavanaugh C M, Ohno T. The evolutionary diversification of cyanobacteria: Molecular-phylogenetic and paleontological perspectives. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2006, 103(14): 5442–5447

[2] Yu Y, You L, Liu D, Hollinshead W, Tang Y J, Zhang F. Development of Synechocystis sp. PCC 6803 as a phototrophic cell factory. Marine Drugs, 2013, 11(8): 2894–2916

[3] Nogales J, Gudmundsson S, Knight E M, Palsson B O, Thiele I. Detailing the optimality of photosynthesis in cyanobacteria through systems biology analysis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2012, 109(7): 2678–2683

[4] Liu H, Zhang H, Niedzwiedzki D M, Prado M, He G, Gross M L, Blankenship R E. Phycobilisomes supply excitations to both photosystems in a megacomplex in cyanobacteria. Science, 2013, 342(6162): 1104–1107

[5] Vermaas W F. Photosynthesis and respiration in cyanobacteria. Encyclopedia of Life Sciences, 2001: 245–251

[6] Iwai M, Takizawa K, Tokutsu R, Okamuro A, Takahashi Y, Minagawa J. Isolation of the elusive supercomplex that drives cyclic electron flow in photosynthesis. Nature, 2010, 464(7292): 1210–1213

[7] Fork D C, Herbert S K. Electron transport and photophosphorylation by Photosystem I in vivo in plants and cyanobacteria. Photosynthesis Research, 1993, 36(3): 149–168

[8] Campbell D, Hurry V, Clarke A K, Gustafsson P, Öquist G. Chlorophyll fluorescence analysis of cyanobacterial photosynthesis and acclimation. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 1998, 62(3): 667–683

[9] Hasunuma T, Matsuda M, Senga Y, Aikawa S, Toyoshima M, Shimakawa G, Miyake C, Kondo A. Overexpression of flv3 improves photosynthesis in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 by enhancement of alternative electron flow. Biotechnology for Biofuels, 2014, 7(1): 493

[10] Nishiyama Y, Allakhverdiev S I, Yamamoto H, Hayashi H, Murata N. Singlet oxygen inhibits the repair of photosystem II by suppressing the translation elongation of the D1 protein in Synechocystis sp. PCC 6803. Biochemistry, 2004, 43(35): 11321–11330

[11] Noguchi T. Dual role of triplet localization on the accessory chlorophyll in the Photosystem II reaction center: Photoprotection and photodamage of the D1 protein. Plant & Cell Physiology, 2002, 43(10): 1112–1116

[12] Aro E M, Virgin I, Andersson B. Photoinhibition of photosystem II. Inactivation, protein damage and turnover. Bioenergetics, 1993, 1143(2): 113–134

[13] Page L E, Liberton M, Pakrasi H B. Reduction of photoautotrophic productivity in the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803 by phycobilisome antenna truncation. Applied and Environmental Microbiology, 2012, 78(17): 6349–6351

[14] Joseph A, Aikawa S, Sasaki K, Matsuda F, Hasunuma T, Kondo A. Increased biomass production and glycogen accumulation in apcE gene deleted Synechocystis sp. PCC 6803. AMB Express, 2014, 4(17): 1–6

[15] Haverkamp T H, Schouten D, Doeleman M, Wollenzien U, Huisman J, Stal L J. Colorful microdiversity of Synechococcus strains (picocyanobacteria) isolated from the Baltic Sea. ISME Journal, 2009, 3(4): 397–408

[16] Gan F, Zhang S, Rockwell N, Martin S, Lagarias J, Bryant D. Extensive remodeling of a cyanobacterial photosynthetic apparatus in far-red light. Science, 2014, 345(6202): 1312–1317

[17] Nogales J, Gudmundsson S, Thiele I. Toward systems metabolic engineering in cyanobacteria. Bioengineered, 2013, 4(3): 158–163

[18] Blankenship R E, Tiede D M, Barber J, Brudvig G W, Fleming G, Ghirardi M, Gunner M R, Junge W, Kramer D M, Melis A, Moore T A, Moser C C, Nocera D G, Nozik A J, Ort D R, Parson W W, Prince R C, Sayre R T. Comparing photosynthetic and photovoltaic efficiencies and recognizing the potential for improvement. Science, 2011, 332(6031): 805–809

[19] Kamennaya N A, Ahn S E, Park H, Bartal R, Sasaki K A, Holman H Y, Jansson C. Installing extra bicarbonate transporters in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC6803. Enhances biomass production. Metabolic Engineering, 2015, 29: 76–85

[20] Ruffing A M. Improved free fatty acid production in cyanobacteria with Synechococcus sp. PCC 7002 as host. Synthetic Biology, 2014, 2(17): 1–10

[21] Atsumi S, Higashide W, Liao J C. Direct photosynthetic recycling of carbon dioxide to isobutyraldehyde. Nature Biotechnology, 2009, 27(12): 1177–1180

[22] Oliver J W K, Atsumi S. A carbon sink pathway increases carbon productivity in cyanobacteria. Metabolic Engineering, 2015, 29: 106–112

[23] Zehr J P. Nitrogen fixation by marine cyanobacteria. Trends in Microbiology, 2011, 19(4): 162–173

[24] Eisbrenner G, Bothe H. Modes of electron transfer from molecular hydrogen in Anabaena cylindrica. Archives of Microbiology, 1979, 123(1): 37–45

[25] Osanai T, Oikawa A, Iijima H, Kuwahara A, Asayama M, Tanaka K, Ikeuchi M, Saito K, Hirai M Y. Metabolomic analysis reveals rewiring of Synechocystis sp. PCC 6803 primary metabolism by ntcA overexpression. Environmental Microbiology, 2014, 16(10): 3304–3317

[26] Dutta D, De D, Chaudhuri S, Bhattacharya S. Hydrogen production by cyanobacteria. Microbial Cell Factories, 2005, 4(1): 36

[27] Tang K H, Tang Y J, Blankenship R E. Carbon metabolic pathways in phototrophic bacteria and their broader evolutionary implications. Frontiers in Microbiology, 2011, 2: 165

[28] Wang X, Modak H V, Tabita F R. Photolithoautotrophic growth and control of CO₂ fixation in Rhodobacter sphaeroides and Rhodospirillum rubrum in the absence of ribulose bisphosphate carboxylase-oxygenase. Journal of Bacteriology, 1993, 175(21): 7109–7114

[29] Herter S, Farfsing J, Gad’On N, Rieder C, Eisenreich W, Bacher A, Fuchs G. Autotrophic CO₂ fixation by Chloroflexus aurantiacus: Study of glyoxylate formation and assimilation via the 3-hydroxypropionate cycle. Journal of Bacteriology, 2001, 183(14): 4305–4316

[30] Nakajima T, Kajihata S, Yoshikawa K, Matsuda F, Furusawa C, Hirasawa T, Shimizu H. Integrated metabolic flux and omics analysis of Synechocystis sp. PCC 6803 under mixotrophic and photoheterotrophic conditions. Plant & Cell Physiology, 2014, 55(9): 1605–1612

[31] Young J D, Shastri A A, Sephanopoulos G, Morgan J A. Mapping photoautotrophic metabolism with isotopically nonstationary ¹³C flux analysis. Metabolic Engineering, 2011, 13(6): 656–665

[32] Yang C, Hua Q, Shimizu K. Metabolic flux analysis in Synechocystis using isotope distribution from ¹³C-labeled glucose. Metabolic Engineering, 2002, 4(3): 202–216

[33] You L, Berla B, He L, Pakrasi H B, Tang Y J. ¹³C-MFA delineates the photomixotrophic metabolism of Synechocystis sp. PCC 6803 under light- and carbon-sufficient conditions. Biotechnology Journal, 2014, 9(5): 684–692

[34] Anderson S, McIntosh L. Light-activated heterotrophic growth of the cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC 6803: A blue-light-requiring process. Journal of Bacteriology, 1991, 173: 2761–2767

[35] Gao L, Shen C, Liao L, Huang X, Liu K, Wang W, Guo L, Jin W, Huang F, Xu W, Wang Y. Functional proteomic discovery of Slr0110 as a central regulator of carbohydrate metabolism in Synechocystis Species PCC6803. Molecular & Cellular Proteomics, 2014, 13(1): 204–219

[36] Zhang S, Bryant D A. The tricarboxylic acid cycle in cyanobacteria. Science, 2011, 334(6062): 1551–1553

[37] Xiong W, Brune D, Vermaas W F. The γ-aminobutyric acid shunt contributes to closing the tricarboxylic acid cycle in Synechocystis sp. PCC 6803. Molecular Microbiology, 2014, 93(4): 786–796

[38] Yan R, Zhu D, Zhang Z, Zeng Q, Chu J. Carbon metabolism and energy conversion of Synechococcus sp. PCC 7942 under mixotrophic conditions: Comparison with photoautotrophic condition. Journal of Applied Phycology, 2012, 24(4): 657–668

[39] You L, He L, Tang Y J. The photoheterotrophic fluxome in Synechocystis sp. PCC 6803 and its implications for cyanobacterial bioenergetics. Journal of Bacteriology, 2015, 197(5): 943–950

[40] Tang K H, Blankenship R E. Photosynthetic electron transport. In: Encyclopedia of Biophysics. Berlin: Springer-Verlag, 2013, 1868–1873

[41] Monshupanee T, Incharoensakdi A. Enhanced accumulation of glycogen, lipids and polyhydroxybutyrate under optimal nutrients and light intensities in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803. Journal of Applied Microbiology, 2014, 116(4): 830–838

[42] Aikawa S, Nishida A, Ho S H, Chang J S, Hasunuma T, Kondo A. Glycogen production for biofuels by the euryhaline cyanobacteria Synechococcus sp. strain PCC 7002 from an oceanic environment. Biotechnology for Biofuels, 2014, 7(1): 88

[43] Stockel J, Welsh E A, Liberton M, Kunnvakkam R, Aurora R, Pakrasi H B. Global transcriptomic analysis of Cyanothece 51142 reveals robust diurnal oscillation of central metabolic processes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 2008, 105(16): 6156–6161

[44] Li X, Shen C R, Liao J C. Isobutanol production as an alternative metabolic sink to rescue the growth deficiency of the glycogen mutant of Synechococcus elongatus PCC 7942. Photosynthesis Research, 2014, 120(3): 301–310

[45] van der Woude A D, Angermayr S A, Veetil V P, Osnato A, Hellingwerf K J. Carbon sink removal: Increased photosynthetic production of lactic acid by Synechocystis sp. PCC 6803 in a glycogen storage mutant. Journal of Biotechnology, 2014, 184: 100–102

[46] Yu J, Liberton M, Cliften P F, Head R D, Jacobs J M, Smith R D, Koppenaal D W, Brand J J, Pakrasi H B. Synechococcus elongatus UTEX 2973, a fast growing cyanobacterial chassis for biosynthesis using light and CO₂. Scientific Reports, 2014, 5: 8132

[47] Varman A, Yu Y, You L, Tang Y. Photoautotrophic production of D-lactic acid in an engineered cyanobacterium. Microbial Cell Factories, 2013, 12(1): 117

[48] Bandyopadhyay A, Stöckel J, Min H, Sherman L A, Pakrasi H B. High rates of photobiological H₂ production by a cyanobacterium under aerobic conditions. Nature Communications, 2010, 1(9): 139

[49] Feng X, Bandyopadhyay A, Berla B, Page L, Wu B, Pakrasi H B, Tang Y J. Mixotrophic and photoheterotrophic metabolism in Cyanothece sp. ATCC 51142 under continuous light. Microbiology, 2010, 156(8): 2566–2574

[50] Alagesan S, Gaudana S, Sinha A, Wangikar P. Metabolic flux analysis of Cyanothece sp. ATCC 51142 under mixotrophic conditions. Photosynthesis Research, 2013, 118(1–2): 191–198

[51] Evans M C, Buchanan B B, Arnon D I. A new ferredoxin-dependent carbon reduction cycle in a photosynthetic bacterium. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 1966, 55(4): 928–934

[52] Herter S, Fuchs G, Bacher A, Eisenreich W. A bicyclic autotrophic CO₂ fixation pathway in Chloroflexus aurantiacus. Journal of Biological Chemistry, 2002, 277(23): 20277–20283

[53] Scholz I, Lange S J, Hein S, Hess W R, Backofen R. CRISPR-Cas systems in the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC6803 exhibit distinct processing pathways involving at least two Cas6 and a Cmr2 protein. PLoS One, 2013, 8(2): e56470

[54] Gao Z, Zhao H, Li Z, Tan X, Lu X. Photosynthetic production of ethanol from carbon dioxide in genetically engineered cyanobacteria. Energy & Environmental Science, 2012, 5(12): 9857–9865

[55] Trinh C T, Unrean P, Srienc F. Minimal Escherichia coli cell for the most efficient production of ethanol from hexoses and pentoses. Applied and Environmental Microbiology, 2008, 74(12): 3634–3643

[56] Baez A, Cho K M, Liao J. High-flux isobutanol production using engineered Escherichia coli: A bioreactor study with in situ product removal. Applied Microbiology and Biotechnology, 2011, 90(5): 1681–1690

[57] Tan X, Yao L, Gao Q, Wang W, Qi F, Lu X. Photosynthesis driven conversion of carbon dioxide to fatty alcohols and hydrocarbons in cyanobacteria. Metabolic Engineering, 2011, 13(2): 169–176

[58] Zheng Y N, Li L L, Liu Q, Yang J M, Wang X W, Liu W, Xu X, Liu H, Zhao G, Xian M. Optimization of fatty alcohol biosynthesis pathway for selectively enhanced production of C12/14 and C16/18 fatty alcohols in engineered Escherichia coli. Microbial Cell Factories, 2012, 11(1): 65

[59] Wang W, Liu X, Lu X. Engineering cyanobacteria to improve photosynthetic production of alkanes. Biotechnology for Biofuels, 2013, 6(1): 69

[60] Schirmer A, Rude M A, Li X, Popova E, Del Cardayre S B. Microbial biosynthesis of alkanes. Science, 2010, 329(5991): 559–562

[61] He L, Xiao Y, Gebreselassie N, Zhang F, Antoniewicz M R, Tang Y J, Peng L. Central metabolic responses to the overproduction of fatty acids in Escherichia coli based on ¹³C-metabolic flux analysis. Biotechnology and Bioengineering, 2014, 111(3): 575–585

[62] Xiong W, Morgan J A, Ungerer J, Wang B, Maness P C, Yu J. The plasticity of cyanobacterial metabolism supports direct CO₂ conversion to ethylene. Nature Plants, 2015: 15053

RIGHTS & PERMISSIONS

Higher Education Press and Springer-Verlag Berlin Heidelberg